MORPHOGENESE VEGETALE


L'établissement du phénotype, en l'occurrence ici, la genèse de la forme d'une plante, met en jeu des processus biologiques où des gènes sont responsables (mitose, actions hormonales), mais aussi des facteurs externes dont la variabilité ajoute à la diversité génique pour aboutir à une diversité phénotypique.

Eléments requis:

l'universalité et la variabilité de la molécule d'ADN,
la signification des chromosomes.

Thèmes traités et activités pédagogiques (durée: 5 semaines): La construction d'une plante La mitose, processus commun aux cellules des Eucaryotes Croissance cellulaire et contrôle de la morphogenèse

Thème 1: La construction d'une plante

1.1 DIVERSITE MORPHOLOGIQUE DES VEGETAUX

1.1.1 Des ports différents chez des végétaux de même espèce:
Le port ou allure générale d'une plante est le résultat de la disposition et du développement relatif des organes: tige-tronc, rameaux-branches, feuilles.

Vous allez étudier la diversité du port d'un arbre de nos régions: le hêtre (Fagus sylvatica).
1) A l'aide de la planche botanique issue de "Flora von Deutschland, Österreich und der Schweiz (1885 - 1905) von Otto Wilhelm Thomé" présentez les caractères généraux de l'espèce Fagus sylvatica.
2) Présentez les caractères particuliers observés sur un hêtre isolé et sur des hêtres en futaie.
La morphologie d'un végétal dépend des caractéristiques génétiques de l'espèce, mais des différences importantes peuvent y être constatées: par exemple selon que des arbres croissent isolés ou en futaie, en lisière. Ces différences s'expliquent par l'interaction entre les individus, par l'action de la lumière.

1.1.2 Des ports semblables chez des végétaux d'espèces différentes peuvent être constatés si les individus sont soumis à un même environnement:

port "en drapeau" des arbres assujettis à un vent dominant,

tige réduite des fleurs poussant en altitude.

1.1.3 Action des facteurs externes:

1.1.4 Génotype et phénotype:

La morphologie des végétaux résulte de l'expression du génotype, mais la réalisation du phénotype est aussi conditionnée par des facteurs de l'environnement. Ces derniers ne modifient en rien le génotype de la plante comme le montrent le développement des boutures. Des plantes non apparentées, mais se développant dans un environnement similaire présentent des caractéristiques morphologiques voisines, génétiquement déterminées.

1.2 CROISSANCE D'UNE PLANTE

1.2.1 Développement du réseau racinaire:
Lors de la germination de la graine, c'est la croissance de la radicule qui forme la racine principale.
Elle s'allonge par son extrémité, en s'enfonçant dans le sol et des ramifications se forment latéralement (racines secondaires). Le réseau racinaire formé dépend des caractéristiques de l'espèce, mais aussi de l'environnement (propriétés du sol, alimentation en eau,...).

Des graines de pois, de lentille, de soja, ... sont mises à germer sur du terreau ou de la vermiculite:
Animation
Les jeunes plantules peuvent ainsi être arrachées sans dommage et rincées à l'eau. Rendez compte par des schémas annotés de la formation du système racinaire d'une jeune plantule.


1.2.2 La formation des parties aériennes:
L'embryon de la graine comporte aussi une petite tige, la tigelle, pourvue d'un bourgeon terminal, la gemmule.
La tige comporte des noeuds, où sont insérées les feuilles et des entre-noeuds. A l'aisselle d'une feuille, un bourgeon axillaire permet le développement de rameaux secondaires (voir: l'organisation d'une plante verte).
Sous nos climats, les feuilles sont généralement caduques, les bourgeons, en revanche, sont des structures permanentes, mais en hiver, leur développement est ralenti; au printemps certains éclosent, d'autres restent dormants.
L'architecture aérienne de la plante dépend donc du fonctionnement des bourgeons.

1.2.3 La croissance en épaisseur
Elle est surtout visible chez les plantes pérennes comme les arbres.

1.3 LE FONCTIONNEMENT DES ZONES DE CROISSANCE

1.3.1 Croissance en longueur des racines:

Prélevez quelques germinations (§1.2.1) dont la jeune racine a environ 1cm. A l'aide d'un feutre indélébile très fin, faites une série de marques espacées régulièrement tous les millimètres. Replacez-les sur milieu humide et observez les racines quelques jours après.
Animation
Quelle zone de la racine est l'objet d'une croissance en longueur? Evaluez l'augmentation en longueur des différents espaces: pour ce faire, sur une photographie numérisée, utilisez un logiciel approprié tel que "MESURIM" téléchargeable sur le site de l'Académie d'Amiens:
http://pedagogie.ac-amiens.fr/svt/info/logiciels/Mesurim2/Telecharge.htm

dont vous aurez étalonné le curseur à l'aide de la fonction "Outils-Créer une échelle" (à partir de l'échelle de l'image numérisée), il suffit de tracer un trait entre deux repères pour connaître la longueur précise de l'espace.
Rendez-compte de vos évaluations sur un graphe de l'élongation de la radicule en fonction de la distance à l'apex.


Des mesures après marquage montrent que la croissance est localisée à quelques mm (voire cm) de l'extrémité ou apex.
Essayons de comprendre la structure microscopique de cette zone de croissance.


Réalisez une préparation de coupe longitudinale d'extrémité de racine d'ail ou d'oignon dans la zone de croissance. Pour ce faire, utilisez un microtome et une lame de rasoir; un morceau de tige sera inclus dans de la moelle de sureau.
Faites-en une observation microscopique au faible grossissement et rendez compte par un schéma annoté.
A défaut vous pouvez utiliser les images du site de l'académie de Jussieu:
http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/racine/05-elongation.htm
qui vous permettront de bien comprendre le devenir des cellules dans une zone de croissance et ses abords.

La croissance associe deux phénomènes:

des divisions cellulaires (mitoses) localisées à la zone du méristème, sous la coiffe: les cellules y sont petites, équidimensionnelles, indifférenciées.

une élongation des cellules produites dans la zone située juste au-dessus.
Un peu plus loin, les cellules subissent une différenciation (acquisition des caractères en liaison avec leur fonction): poils absorbants en périphérie, cellules des tissus conducteurs de sève, cellules de réserve.
Les racines secondaires se forment par dédifférenciation de certaines cellules.
Le schéma ci-contre précise l'organisation histologique de la racine.

1.3.2 Fonctionnement des bourgeons:
Les bourgeons sont situés à l'extrémité des tiges ou des rameaux (bourgeons apicaux) ou à l'aisselle des feuilles (bourgeons axillaires).

Chez les espèces pérennes, le bourgeon, protégé par des écailles est constitué:

d'un méristème apical, aux cellules petites, qui s'allongeront et se différencieront en cellules chlorophylliennes, cellules conductrices de sève,...

d'ébauches foliaires,

de massifs de cellules méristématiques à l'aisselle de chaque ébauche foliaire.

Le bourgeon est ainsi un rameau en miniature dont les entre-noeuds ne sont pas développés. Nous pouvons découvrir la localisation des méristèmes primaires d'une plante sur un schéma d'un plant de haricot.

A partir d'une coupe microscopique de méristème caulinaire (= de tige) ou, à défaut, du document micrographique ci-dessus, vous ferez un dessin d'observation légendé (vous n'oublierez pas d'indiquer la position du méristème apical).
Au vu de ce document, quelle est la caractéristique des cellules d'un méristème? Comment évolue les cellules voisines? C'est cette évolution que l'on nomme différenciation.

La description détaillée des cellules différenciées, les mécanismes de la différenciation cellulaire et de l'organogénèse ne sont pas au programme de la classe de 1èreS, mais à titre d'information et de curiosité, vous pouvez consulter à ce sujet:

l'anatomie des angiospermes du site de l'Université Pierre et Marie Curie de Jussieu.

Thème 2: La mitose, processus commun aux Eucaryotes

La mitose est une division donnant naissance à deux cellules-filles au même patrimoine génétique que la cellule-mère. Cela suppose une duplication de l'ADN avant le partage cellulaire.


Pour observer la mitose et les chromosomes, un matériel biologique simple et facile à obtenir est constitué par les jeunes racines obtenues à la base de bulbes de diverses plantes (ail, oignon, jacinthe,...). Vous pouvez suivre la technique décrite dans le site:
http://georges.dolisi.free.fr/Microbio/TP/Mitose_prep.htm


La réalité de la duplication, puis du partage rigoureux du matériel génétique entre les deux cellules-filles peut être observé sur un document microcinématographique: vous distinguerez la fissuration longitudinale de chaque chromosome en deux chromatides, chacune emportée à un pôle de la cellule.

2.1 LA DUPLICATION DES CHROMOSOMES

Cette fissuration longitudinale des chromosomes implique une duplication du matériel génétique.
Le microscope électronique révèle des "yeux de réplication" au niveau des zones dupliquées, qui se rejoignent: les deux copies restent solidaires au niveau du centromère du chromosome mitotique.
La duplication se déroule pendant la période S ("synthesis") de l'interphase, comprise entre deux périodes de croissance cellulaire G ("growth").

Il est possible de connaître la durée du cycle cellulaire par cytométrie de flux.

Mettez en évidence ces périodes sur le graphe ci-dessus. Indiquez la ploïdie du nombre de chromosomes pour chaque période (= nombre de jeux chromosomiques d'une cellule: le nombre deux, par exemple, correspond à la diploïdie).

2.1.1 La réplication, mode semi-conservatif de la duplication

Watson et Crick (1952), après leur découverte de la structure moléculaire de l'ADN (double hélice faite de 2 brins complémentaires de nucléotides A = T et G C), proposèrent le mode semi-conservatif de duplication où chaque brin ancien sert de matrice à la synthèse d'un nouveau brin (la moitié de la molécule-mère est ainsi conservée).

Taylor (1957), sur des racines, puis Meselsohn et Stahl (1958), sur la bactérie Escherichia coli, confirmèrent le modèle grâce à des expériences de marquage nucléotidique (autoradiographie):

Taylor cultive de jeunes racines sur un milieu 1 contenant de la thymidine tritiée (nucléotide T dont l'hydrogène est représenté par l'isotope 3H ou tritium). Afin d'analyser le mécanisme d'autoreproduction des chromosomes, il utilise la technique d'autoradiographie: les chromosomes sont observés alors que de la colchicine a été ajoutée au milieu de culture (cette substance empêche la séparation des chromosomes en fin de métaphase: les chromosomes issus des mitoses successives restent dans la même cellule; on obtient ainsi non plus 2n, mais 4n, 8n chromosomes).
Dans un premier temps les racines sont placées pendant la durée d'une interphase dans le milieu radioactif (milieu 1), puis elles sont soigneusement lavées et placées dans un milieu non radioactif (milieu 2).
On prélève une cellule du milieu 2 après un temps correspondant à la durée de la 1ère mitose commencée dans le milieu 1: la plaque métaphasique est schématisée en (A). On recommence la même préparation avec une cellule prélevée dans le milieu 2 après un temps correspondant à la durée de la 2e mitose: la nouvelle plaque métaphasique est schématisée en (B).

Montrez par des schémas que ces résultats confirment le modèle de réplication semi-conservative de l'ADN.

2.1.2 Un complexe enzymatique formé par l'ADN- polymérase catalyse la réaction en écartant les deux brins, assurant ainsi la polymérisation des nucléotides et "corrigeant" les "erreurs d'accrochage".

2.2 DEROULEMENT DE LA MITOSE

Après l'interphase, chaque chromosome est dédoublé en deux chromatides. Lors de la mitose, ce matériel est partagé.
Vous pouvez étudier le déroulement de la mitose sur le site de botanique de l'Université de Hambourg.

2.2.1 Les étapes de la mitose:

la prophase (pro- = en avant): les chromosomes dupliqués se condensent en se spiralisant. Un fuseau achromatique fait de microtubules se tend entre les deux pôles, à partir du centrosome. La membrane nucléaire s'estompe et les centromères s'attachent aux fibres du fuseau.

la métaphase (meta- = changement): les chromosomes s'alignent sur le plan équatorial du fuseau, les centromères forment la plaque équatoriale et commencent de se dupliquer.

l'anaphase (ana- = de bas en haut): chacune des deux chromatides de chaque chromosome migre à un pôle du fuseau formant deux lots rigoureusement égaux. La séparation du cytoplasme commence.

la télophase (telo- = fin): les chromosomes-fils se décondensent, l'enveloppe nucléaire se forme, le fuseau disparaît et les deux cellules-filles se séparent (cytodiérèse).

Chez les végétaux, le phragmoplaste, formé par des vésicules contenant les molécules nécessaires, élabore une ébauche de paroi.
Chez les animaux le cytoplasme se divise par étranglement et des asters (assemblages de microtubules associés au centriole) apparaissent aux pôles du fuseau.
La mitose dure de une à quelques heures, alors que le cycle cellulaire complet a une durée d'une vingtaine d'heures.

2.2.2 Après la mitose, l'information génétique est conservée d'une génération cellulaire à l'autre.

Vous analyserez une préparation microscopique du commerce de mitoses de pointe de racine d'ail ou, à défaut, les micrographies du site de l'académie de Rouen ou de celui de l'Université Pierre et Marie Curie de Jussieu.

Réalisez des dessins d'observation de chaque stade.

Thème 3: Croissance cellulaire, contrôle de la morphogenèse

3.1 PARTICULARITES STRUCTURALES DE LA PAROI CELLULAIRE

L'architecture des cellules végétales s'organise à l'intérieur d'un cadre plus ou moins rigide: la paroi ou membrane pecto-cellulosique. Son existence conditionne la croissance.

3.1.1 L'origine de la paroi cellulaire: la mitose

La paroi entoure toutes les cellules végétales. Lorsque la cellule se divise, c'est au moment de la télophase que se constitue la nouvelle paroi qui séparera les deux cellules filles.

La pectine et les hémicelluloses, les protéines enzymatiques sont élaborées dans les vésicules golgiennes et sécrétées par exocytose. La cellulose, au contraire est directement élaborée dans la paroi au niveau de la membrane plasmique.

3.1.2 La morphologie des cellules dépend beaucoup des contraintes externes à la membrane plasmique:

les pressions relatives des cellules voisines,

la structure et la rigidité de la paroi cellulaire elle-même.

Vous disposez d'un bulbe d'oignon rouge. Prélevez deux lambeaux d'épiderme que vous placerez:

- l'un dans de l'eau du robinet, c'est-à-dire une solution moins concentrée en substances dissoutes que le contenu cellulaire (milieu hypotonique),

- l'autre dans une solution de saccharose à 0,3 mol.L-1 ou de NaCl à 50 g.L-1 , c'est-à-dire une solution à une concentration plus grande que le contenu cellulaire (milieu hypertonique).

Observez au fort grossissement du microscope et réalisez un dessin d'observation de quelques cellules de chacune des deux préparations.

3.1.3 La paroi cellulaire primaire est une surface extensible constituée de plusieurs couches mises successivement en place après la mitose:

la lamelle moyenne, pectique avec de chaque côté ...

... une paroi primaire extensible (1 à 3 µm) constituée d'un réseau de microfibrilles de cellulose (glucide complexe), enrobé dans une pâte d'hémicelluloses, de composés pectiques (autres glucides) et de protéines comme l'extensine.

Il est possible d'observer cette structure sur une coupe semi-fine d'épiderme de tige en croissance.

Vous rendrez compte de vos observations en réalisant un dessin de la préparation observée à l'adresse:

http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/paroi/croissance.htm

L'ultrastructure de la paroi primaire pourra être précisée, à titre d'information, à l'adresse:

http://www.inrp.fr/Acces/biotic/morpho/html/paroi.htm#structure

ou bien encore:

http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/paroi/ultrastructure.htm

3.1.4 L'allongement des cellules:

L'augmentation de surface de la paroi primaire nécessite deux processus:

le relâchement de la pâte qui unit les microfibrilles

et l'addition de nouveaux éléments (microfibrilles, composés pectiques).

La surface pariétale s'accroît donc et la cellule grandit.

Le moteur de l'allongement cellulaire: dans une cellule qui grandit, de l'espace disponible, occupé principalement par des vacuoles (grosses vésicules cytoplasmiques), se crée.

Elles contiennent de nombreuses substances dissoutes dans l'eau (ions, acides aminés, saccharose, pigments,...), qui créent par osmose (mouvement d'eau allant du milieu le moins concentré ou hypotonique vers le milieu le plus concentré ou hypertonique) un appel d'eau de l'extérieur vers l'intérieur.
Il en résulte une pression, la pression de turgescence, qui s'exerce sur la face interne de la paroi.

Etudions le rôle joué par cette pression de turgescence.: Etudions le rôle joué par cette pression de turgescence.

Quand la cellule perd de l'eau, la vacuole diminue de volume et la cellule devient plasmolysée, ce qui peut conduire, en cas de prolongation, à la mort de la cellule.

La paroi permet aussi à la cellule de ne pas éclater sous l'effet de cette pression: preuve en est l'éclatement de protoplastes (cellules privées de paroi) placés en milieu hypotonique.

3.1.5 Fonction de la paroi:

Lorsque la taille de la cellule est acquise, une paroi secondaire, formée de dépôts serrés successifs de microfibrilles de cellulose, sans pectine et sans extensine, offre un cadre rigide permettant de maintenir, avec la pression de turgescence, un port dressé à la plante.

Toujours en consultant le site "l'anatomie des angiospermes" nous pouvons observer des regroupements de cellules spécialisées en tissus de soutien et en tissus conducteurs dans la racine:

http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/anatomie/index.html

Une technique de coloration "carmin aluné-vert d'iode" permet de reconnaître les parois et donc les types de tissus:

1 - les coupes réalisées avec un microtome (racines, tiges, feuilles, ...) sont placées dans l'hypochlorite de sodium (eau de javel) pendant 15 min: les cellules sont tuées et leur contenu oxydé et détruit,

2 - elles sont rincées à l'eau et passées dans l'acide éthanoïque (acide acétique), puis plongées dans une solution de carmin aluné-vert d'iode pendant quelques minutes,

3 - à nouveau rincées, elles sont montées entre lame et lamelle dans une goutte d'eau.

Le carmin aluné colore spécifiquement en rose la cellulose et le vert d'iode, la lignine (bois).

On peut ainsi distinguer parmi:

les tissus de soutien:

le collenchyme, non lignifié.

le sclérenchyme, lignifié.

les tissus conducteurs:

le phloème ou liber, non lignifié: principal tissu servant au transport des substances élaborées issues des feuilles.

le xylème, lignifié, principal élément du bois qui transporte la sève brute issue des racines.

N.B. Ces précisions ne sont pas à connaître dans votre programme.

3.2 CONTROLE DE LA CROISSANCE CELLULAIRE

Comment la cellule végétale grandit-elle sous l'impulsion de la pression de turgescence?

3.2.1 L'auxine, une hormone végétale:
Cette notion a été introduite par Darwin en 1880: il constata qu'un coléoptile de graminée (étui protecteur des jeunes feuilles), éclairé latéralement, grandissait en direction de la lumière (phototropisme positif).

Rôle de l'auxine sur la croissance et le phototropisme des coléoptiles de blé


1. Pour chaque expérience, rechercher la question que se pose le chercheur. 2. L'auxine étant la molécule (hydrosoluble) déclenchant la croissance, indiquez le lieu de sécrétion de celle-ci, et son domaine d'action. 3. Quelle est la cause de la courbure de la tige ? 4. La diffusion de l'auxine a-t-elle une répartition inégale ? Quel est le facteur qui commande cette répartition ?

De nombreuses et longues recherches aboutissent à l'identification, l'extraction, la compréhension du mode d'action et la fabrication de la substance responsable: l'auxine ("auxesis": croissance), c'est la première hormone végétale découverte.

Une hormone végétale est une substance:

fabriquée par la plante,
active à faible dose,
véhiculant une information à des cellules-cibles, sensibles à son action, dont elle modifie le fonctionnement,
détruite après avoir agi.

3.2.2 Effets physiologiques de l'auxine:
Le mot "auxine" désigne aussi un ensemble de substances proches ayant les mêmes propriétés physiologiques.
Nous allons essayer de mettre en évidence le lieu de production de l'auxine dans un coléoptile de graminée.

Des graines (maïs, blé, avoine,...) sont mises à tremper dans de l'eau pendant 24 heures puis déposées sur une couche de papier filtre. Quand les germinations ont atteint le stade de la radicule, elles sont déposées sur de la gaze sur des bocaux remplis d'eau et éclairées bien verticalement. Au bout de plusieurs jours, des coléoptiles se sont développés, qui mesurent environ 2 cm.
On choisit ceux qui sont bien droits et on les répartit en quatre lots :

lot 1: témoin n'ayant reçu aucun traitement,
lot 2: apex enlevé (manipulation réalisée sous la loupe binoculaire, en prenant soin de préserver la jeune feuille sous le coléoptile.
lot 3: apex enlevé, mais remplacé par un cube de gélose contenant de l'auxine (AIA),
lot 4: apex enlevé et recouvert d'un cube de gélose sans AIA.

Après 48 heures, des échantillons de chaque lot sont photographiés (lot 1: échantillons 1 et 2, lot 2: 3 et 4, lot 3: 5 et 6, lot 4: 7 et 8).
Vous mettrez en évidence le rôle de l'apex en mesurant la longueur des coléoptiles au début et à la fin de l'expérience pour en déduire le pourcentage d'accroissement. Pour cela vous utiliserez le logiciel MESURIM.

Après avoir donné l'échelle de l'image à l'aide de la fonction "Outils-Créer une échelle" (à partir de l'échelle au bas à droite de l'image numérisée), il suffit de tracer un trait entre les deux extrémités du coléoptile pour connaître sa longueur précise).
Pour traiter les résultats vous utiliserez un tableur:

et vous construirez un graphe montrant le pourcentage d'accroissement des coléoptiles: vous dégagerez les conclusions qui s'imposent en comparant de façon appropriée les résultats de chaque lot.
Résumez -les par un texte court que vous illustrerez par un schéma fonctionnel.


La synthèse de l'auxine a ainsi lieu dans l'apex des tiges, dans les méristèmes et les jeunes feuilles des bourgeons apicaux, à partir d'un acide aminé: le tryptophane.

Nous pouvons nous interroger à propos du rôle joué par la lumière dans le phototropisme des coléoptiles (conditions d'éclairement anisotrope). Afin de tester l'hypothèse suivante:

la lumière modifie la répartition de l'auxine dans la plante,

imaginez une expérience (principe, protocole) qui permette de valider ou infirmer cette hypothèse.

Vous allez étudier la cinétique d'action de l'auxine sur la croissance cellulaire et plus précisément le rôle du pH extracellulaire. Pour chacune des deux premières expériences proposées dans la page du lien ci-dessus, vous rendrez compte du protocole utilisé, des résultats et des interprétations que l'on peut formuler. Afin de préciser ce rôle à court terme de l'auxine, vous proposerez un schéma fonctionnel de son action qui rende compte des seules informations mises en lumière par ces deux expériences.
L'auxine exerce ainsi:

une action à court terme sur la plasticité de la paroi: le mécanisme abaisse le pH de la paroi, provoquant le relâchement pariétal,
une action à long terme sur l'expression de gènes codant pour des protéines intervenant spécifiquement dans l'élongation cellulaire: des techniques récentes (électrophorèse bidimensionnelle) ont montré que l'auxine stimule la synthèse d'ARN spécifiques, traduits ensuite en enzymes intervenant dans la fabrication des composants de la paroi.

3.2.3 Mise en évidence des tissus cibles de l'auxine :
Il est possible d'évaluer la concentration à laquelle agit l'auxine en appréciant les effets biologiques de cette hormone: le test de Went ou test Pisum (réalisé la première fois sur le pois: Pisum sativum) a constitué jusqu'à une époque récente une mesure biologique très sensible jusqu'à la mise au point de méthodes plus modernes d'analyse.

Dosage biologique de l'auxine
1 - Préparez 50 mL de tampon phosphate à pH 6,5. 2 - Préparez à partir de 1 mL d'une solution-mère d'auxine (10 e-4 mol.L -1 ), par dilutions successives, des solutions à 10e-5 , 10e-6 , 10e-7 et 10e-8 mol.L -1 d'auxine dans le tampon. Préparer 9 mL de chaque solution, 9 mL de tampon seul qui servira de témoin et 8 mL de tampon seul destiné à accueillir une solution de concentration inconnue. 3 - Répartissez les 6 solutions dans des boîtes de Pétri (identifiez les boîtes par une étiquette portant la concentration de la solution). 4 - Placez 1 mL de la solution à tester dans la boîte de Pétri correspondante. 3 - Avec une lame de rasoir, coupez des segments de 20 mm de long, les plus droits possible, dans la région terminale d'hypocotyles de soja ou d'épicotyle de pois (30 échantillons). 4 - Fendez chaque échantillon en son milieu sur 15 mm dans le sens de la longueur. 5 - Placez 5 échantillons par boîte et notez l'heure.
La lecture des résultats se fera au minimum 3 heures plus tard en faisant des schémas précis, ou mieux, en photographiant les boîtes de Pétri.
Évaluez la concentration de la solution inconnue par comparaison avec la gamme étalon. Sachant que l'auxine provoque un allongement des cellules cibles, quelles semblent être les cellules cibles ? Justifiez la réponse en expliquant les modifications observées à l'oeil nu par le comportement des cellules sensibles à l'auxine.


Le contrôle de la croissance par un facteur externe, l'auxine, se fait donc à deux niveaux du coléoptile:

la zone émettrice d'auxine située dans l'apex,
la zone réceptrice, située plus bas, où l'hormone migre vers ses cellules-cibles à une vitesse de 5 à 20 mm.h-1 et des concentrations de 10-7 à 10-5 g.mL-1.

L'auxine contrôle la croisssance cellulaire en stimulant l'augmentation de taille, en agissant sur la différenciation cellulaire (formation de racines latérales, de tissus conducteurs).

Pour en savoir plus sur les modalités de la croissance des cellules végétales, vous pourrez consulter le site:
http://www.snv.jussieu.fr/bmedia/cell

3.3 HORMONES ET DEVELOPPEMENT DU VEGETAL

3.3.1 La répartition de l'auxine modifie le développement:

Influence de la lumière: la courbure du coléoptile éclairé latéralement résulte uniquement de la différence de croissance entre face éclairée et face opposée. Les cellules de la face sombre s'allongent davantage du fait que celle-ci contient plus d'auxine que la face éclairée.

Dans la plante, la lumière modifie la répartition de l'auxine, permettant ainsi une croissance orientée: en la détruisant pour de forts éclairements, en la faisant migrer vers les régions non éclairées pour de plus faibles éclairements.
Influence du bourgeon terminal: dans les différentes espèces d'arbres, les branches se développent toutes de manière égale ou bien la branche principale se développe plus que les autres (port "en flèche" des conifères).
Ce port est dû à l'influence du bourgeon terminal qui inhibe les bourgeons sous-jacents (dominance apicale) en fabriquant de l'auxine. En effet, la section du bourgeon terminal modifie la répartition de l'auxine et lève cette dominance.


3.3.2 L'organogénèse, une affaire d'équilibres hormonaux:
La culture "in vitro" montre que plusieurs familles d'hormones interviennent dans la croissance et le développement des plantes: une égale répartition d'auxine et de cytokinines stimule la mitose, sans qu'il y aît apparition d'organes (cals), un excès d'auxine fait apparaître des racines; dans la situation inverse, ce sont des bourgeons qui apparaissent.